Przebieg żerowania kleszczy Ixodes ricinus (Ixodida: Ixodidae) w odniesieniu do transmisji patogenów
Słowa kluczowe:
Ixodes ricinus, żerowanie kleszcza, transmisja patogenuAbstrakt
Wstęp. W Europie gatunkiem kleszczy najczęściej pasożytującym na człowieku jest kleszcz pospolity – Ixodes ricinus. Jego największe medyczne znaczenie wiąże się z przenoszeniem bakterii Borrelia burgdorferi sensu lato i Anaplasma phagocytophilum, riketsji gorączek plamistych, wirusów kleszczowego zapalenia mózgu i pierwotniaków Babesia spp., którymi zakaża żywiciela zazwyczaj podczas żerowania.
Cel. Celem pracy było opisanie przebiegu żerowania kleszcza pospolitego – Ixodes ricinus oraz przeanalizowanie czynników wpływających na zdolność tego gatunku do transmisji patogenów.
Materiał i metody. Przebieg żerowania dorosłych postaci Ixodes ricinus obserwowano na królikach w temperaturze pokojowej 20}3°C. Na podstawie uzyskanych danych obliczono parametry fazy pasożytniczej: długość żerowania, przyrost masy ciała, wskaźnik efektywności żerowania i wydajność żerowania. Długie żerowanie i duża agresywność samic oraz duża ilość krwi pobieranej od żywiciela stwarzają warunki sprzyjające skutecznej transmisji patogenów do żywiciela podczas żerowania.
Wnioski. Badania nad przebiegiem żerowania kleszczy i czynnikami wpływającymi na fazę pasożytniczą mają duże znaczenie w zrozumieniu mechanizmu transmisji patogenów, co może przyczyniać się do opracowania skutecznych metod ograniczania skutków ich działania..
Bibliografia
1. Estrada-Pena A, Jongejan F. Ticks feeding on humans: a review of records on human-biting Ixodoidea with special reference to patogen transmission. Exp Appl Acarol. 1999;23(9):685-715.
2. Bartosik K, Cios H, Buczek A. Ticks (Acari: Ixodida) from the Metastriata group parasitizing humans – biological and medical aspects. In: AB, CB, eds. Arthropods. Human and animal parasites. Lublin: Akapit; 2011, p.63-77.
3. Buczek A, Kuśmierz A, Olszewski K, Buczek L, Czerny K, Łańcut M. Comparison of rabbit skin changes after feeding of Ixodes ricinus (L.) and Dermacentor reticulatus (Fabr.). In: BF, NR, NG, dLE eds. Acarid Phylogeny and Evolution: Adaptation in Mites and Ticks. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers; 2002. p.419-24.
4. Moneret-Vautrin DA, Beaudouin E, Kanny G, Guérin L, Roche JF. Anaphylactic shock caused by ticks (Ixodes ricinus). J Allergy Clin Immunol. 1998;101(1 ):144-5.
5. Bartosik K, Sitarz M, Szymańska J, Buczek A. Tick bites humans in the agricultural and recreational areas in south-eastern Poland. Ann Agric Environ Med. 2011;18(1):151-7.
6. Siuda K. Ticks (Acari:Ixodida) of Poland. Part II Taxonomy and Distribution. Warszawa: Polskie Towarzystwo Parazytologiczne; 1993.
7. De Silva AM, Fikrig E. Growth and migration of Borrelia burgdorferi In Ixodes ticks during blood feeding. Am J Trop Med Hyg. 1995;53(4):397- 404.
8. Schwan TG, Piesman J. Vector interactions and molecular adaptations of lyme disease and relapsing fever spirochetes associated with transmission by ticks. Emerg Infect Dis. 2002;8(2):115-21.
9. Alekseev AN, Burenkova LA, Vasilieva IS, Dubinina HV, Chunikhin SP. Preliminary studies on virus and spirochete accumulation in the cement plug of ixodid ticks. Exp Appl Acarol. 1996;20(12):713-23.
10. Gern L. Life cycle of Borrelia burgdorferi sensu lato and transmission to
humans. Curr Probl Dermatol. 2009;37:18-30. 11. Kurtti TJ, Munderloh UG, Hayes SF, Krueger DE, Ahlstrand GG. Ultrastructural analysis of the invasion of tick cells by Lyme disease spirochetes (Borrelia burgdorferi) in vitro. Can J Zool. 1994;72(6):977-94.
12. Crippa M, Rais O, Gern L. Investigations on the mode and Dynamics of transmission and infectivity of Borrelia burgdorferi sensu stricto
and Borrelia afzelii in Ixodes ricinus ticks. Vector Borne Zoonotic Dis. 2002;2(1):3-9.
13. Sauer JR, Essenberg RC, Bowman AS. Salivary glands in ixodid ticks: control and mechanism of secretion. J Insect Physiol. 2000;46(7):1069-78.
14. Buczek A. Interakcje między kleszczami, patogenami i żywicielami. W: BA, BC, red. Stawonogi pasożytnicze i alergogenne. Lublin: Wydawnictwo KGM;2000. 97-114.
15. Hajnicka V, Fuchsberger N, Slovak M, Kocakova P, Labuda M, Nuttall PA. Tick salivary gland extracts promote virus growth in vitro. Parasitology. 1998;116(6):533-8.
16. Hajnicka V, Kocakova P, Slavikova M, Slovak M, Gasperik J, Fuchsberger N, Nuttall PA. Anti-interleukin-8 activity of tick salivary gland extracts. Parasite Immunol. 2001;23(9):483-9.
17. Iwanaga S, Okada M, Isawa H, Morita A, Yuda M, Chinzei Y.
Identification and characterization of novel salivary thrombin inhibitors from the ixodidae tick, Haemaphysalis longicornis. Eur J Biochem. 2003;270(9):1926-34.
18. Inokuma H, Kemp DH, Willadsen P. Prostaglandin E2 production by the cattle tick (Boophilus microplus) into feeding sites and its effect on the response of bovine mononuclear cells to mitogen. Vet Parasitol. 1994;53(3-4):293-9.
19. Jaworski DC, Jasinskas A, Metz CN, Bucala R, Barbour AG. Identification and characterization of a homologue of the proinflammatory cytokine Macrophage Migration Inhibitory Factor in the tick, Amblyomma americanum. Insect Mol Biol. 2001;10(4):323-31.
20. Jones LD, Kaufman WR, Nuttall PA. Modification of the skin feeding site by tick saliva mediates virus transmission. Experientia. 1992;48(8): 779-82.
21. Alekseev AN, Podboronov VM, Burenkova LA. The probable utilization of the protective properties of the vector’s saliva by the causative agents of specifically tick-borne infections. Parazitologiia1995;29(3):154-8 (In Russian).
