Choroby przenoszone przez kleszcze.Część II. Patogeny Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum, Babesia microti
Słowa kluczowe:
choroby przenoszone przez kleszcze, Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum, Babesia microtiAbstrakt
Kleszcze Ixodes ricinus są rezerwuarem i wektorem licznych wirusów, bakterii i pierwotniaków, w tym również gatunków o znaczeniu klinicznym i epidemiologicznym. Wśród mikroorganizmów chorobotwórczych, przenoszonych przez kleszcze Ixodes ricinus, znajdują się między innymi bakterie Borrelia burgdorferi i Anaplasma phagocytophilum oraz pierwotniaki Babesia microti. Powyższe patogeny są czynnikiem etiologicznym chorób odkleszczowych, które stanowią ważny problem zdrowia publicznego - diagnostyczny, kliniczny i profilaktyczny. Dotyczy to najczęściej występującej borelio- zy, która charakteryzuje się wielopostaciowością i objawami wielonarządowymi, rzadziej występującej anaplazmozy niecharakterystycznym obrazie klinicznym i babeszjozy, przypominającej obrazem klinicznym malarię. Jednak ze względu na koinfekcje kleszczy Ixodes ricinus patogenami Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum i Babesia microti możliwe jest występowanie zakażeń mieszanych. W przypadku koinfekcji wspominanymi patogenami pojawiać się może mozaika objawów klinicznych i cięższy przebieg choroby.
W pracy przedstawiono aktualną wiedzę na temat epidemiologii i chorobotwórczości boreliozy, anaplazmozy, babeszjozy. Omówiono metody stosowane w diagnostyce chorób odkleszczowych - wykrywania zakażeń patogenami: Borrelia burgdorferi, Anaplasma phagocytophilum i Babesia microti u kleszczy i metody stosowane w diagnostyce u ludzi.
Bibliografia
1. Chmielewska-Badora J, Cisak E, Zwoliński J, Dutkiewicz J. Ocena występowania krętków Borrelia burgdorferi sensu lato w kleszczach Ixodes ricinus na terenie wybranych rejonów Lubelszczyzny przy zastosowaniu metody łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR). Wiad Parazytol. 2003;49:165-71.
2. Cisak E, Wójcik-Fatla A, Stojek NM, Chmielewska-Badora J, Zwoliński J, Buczek A, Dutkiewicz J. Prevalence of Borrelia burgdorferi genospecies in Ixodes ricinus ticks from Lublin region (eastern Poland). Ann Agric Environ Med. 2006;13:301-6.
3. Humiczewska M. Ekologiczne uwarunkowania prewalencji kleszcza pospolitego Ixodes ricinus oraz zakażenie krętkami Borrelia burgdorferi na zachodnim wybrzeżu Bałtyku. W: Buczek A i Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Różnorodność form i oddziaływań. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2005. s. 225-33.
4. Stańczak J, Gabre RM, Kruminis-Łozowska W, Racewicz M, Kubi-ca-Biernat B. Ixodes ricinus as a vector of Borrelia burgdorferi sensu lato, Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti in urban and suburban forests. Ann Agric Environ Med. 2004;11:109-14.
5. Lencakova D, Hizo-Teufel C, Petko B, Schulte-Spechtel U, Stanko M, Wilske B, Fingerle V. Prevalence of Borrelia burgdorferi s. l. OspA types in Ixodes ricinus ticks from selected localities in Slovakia and Poland. Int J Med Microbiol. 2006;296 Supl. 40:108-18.
6. Maetzel D, Maier WA, Kampen H. Borrelia burgdorferi infection prevalence in questing Ixodes ricinus ticks (Acari: Ixodidae) in urban and suburban Bonn, western Germany. Parasitol Res. 2005;95:5-12.
7. Barral M, Garcia-Perez AL, Juste RA, Hurtado A, Escudero R, Sellek RE, Anda P. Distribution of Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus (Acari: Ixodidae) ticks from the Basque Country, Spain. J Med Entomol. 2002;39:177-84.
8. Jenkins A, Kristiansen BE, Allum AG, Aakre RK, Strand L, Kleveland EJ, Van de Pol I, Schouls L. Borrelia burgdorferi sensu lato and Ehrlichia spp. in Ixodes ticks from southern Norway. J Clin Microbiol. 2001;39:3666-71.
9. Lingren M, Rowley WA, Thompson C, Gilchrist M. Geographic distribution of ticks (Acari: Ixodidae) in Iowa with emphasis on Ixodes scapularis and their infection with Borrelia burgdorferi. Vector Borne Zoonotic Dis. 2005;5:219-26.
10. Morshed MG, Scott JD, Fernando K, Geddes G, McNabb A, Mak S, Durden LA. Distribution and characterization of Borrelia Burgdorferi isolates from Ixodes scapularis and presence in mammalian hosts in Ontario, Canada. J Med Entomol. 2006;43:762-73.
11. Wodecka B, Sawczuk M. Occurrence of pathogenic genospecies of Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus ticks collected from north-western Poland. Wiad Parazytol. 2004;50:545-53.
12. Stańczak J, Kubica-Biernat B, Racewicz M, Kruminis-Łozowska W, Kur W. Detection of three genospecies of Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus ticks collected from different regions of Poland. Int J Med Microbiol. 2000;290:559-66.
13. Zwoliński J, Chmielewska-Badora J, Cisak E, Buczek A, Dutkiewicz J. Występowanie przeciwciał przeciwAnaplasma phagocytophilum i Borrelia burgdorferi u leśników w regionie lubelskim. Wiad Parazytol. 2004;50:221-7.
14. Dobracki W, Dobracka B. Zakażenia B. burgdorferi a występowanie boreliozy z Lyme u pracowników nadleśnictw Dolnego Śląska. Materiały zjazdowe VII Międzynarodowego Sympozjum Stawonogi pasożytnicze, alergogenne i jadowite - znaczenie medyczne i sanitarne. Kazimierz Dolny 2005. s. 21.
15. Niścigorska J, Morańska I, Szych Z. Serological marker of Borrelia burgdorferi infection among forestry workers of West Pomerania region during a five year period. Adv Agricul Sci. 2004;9:63-8.
16. Rojko T, Ruzic-Sabljic E, Strle F, Lotric-Furlan S. Prevalence and incidence of Lyme borreliosis among Slovene forestry workers during the period of tick activity. Wien Klin Wochenschr. 2005;117:219-25.
17. Bazovska S, Machacova E, Spalekova M, Kontrosova S. Reported incidence of Lyme disease in Slovakia and antibodies to B. burgdorferi antigens detected in healthy population. Bratisl Lek Listy. 2005;106: 270-3.
18. Santino I, Cammarata E, Franco S, Galdiero F, Oliva B, Sessa R, Cipriani P, Tempera G, Del Piano M. Multicentric study of seropreva-lence of Borrelia burgdorferi and Anaplasma phagocytophila in high-risk groups in regions of central and southern Italy. Int J Immunopathol Pharmacol. 2004;17:219-23.
19. Juszkiewicz-Borowiec M, Wojnowska D, Chodorowska G, Urban J. Borelioza z Lyme jako problem dermatologiczny. W: Buczek A, Bła-szak Cz, (red.). Stawonogi. Różnorodność form i oddziaływań. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2005. s. 159-69.
20. Stanek G, Strle E. Lyme borreliosis. Lancet. 2003;362(9396):1639-47.
21. Siwak E. Zmiany skórne w boreliozie. W: Hermanowska-Szpakowicz T, (red.). Borelioza z Lyme. Białystok: Wydawnictwo Akademia Medyczna w Białymstoku; 1999. s. 29-35.
22. Hermanowska-Szpakowicz T, Zajkowska JM, Grygorczuk S, Pancewicz SA, Kondrusik M. Zawiłości patogenetyczne i wynikające z nich trudności diagnostyczno-terapeutyczne choroby z Lyme. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi i żywiciele. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2003. s. 185-99.
23. Hermanowska-Szpakowicz T. Diagnostyka boreliozy z Lyme. W: Hermanowska-Szpakowicz T, (red.). Borelioza z Lyme. Białystok: Wydawnictwo Akademia Medyczna w Białymstoku; 1999. s. 81-8.
24. Wodecka B. Detection of Borrelia burgdorferi sensu lato DNA in Ixodes ricinus ticks in north-western Poland. Ann Agric Environ Med. 2003; 10:171-8.
25. Wodecka B. Rozpowszechnienie genogatunków z kompleksu Borrelia burgdorferi s.l. w populacjach kleszczy Ixodes ricinus w krajach europejskich. W: Skotarczak, (red.). Biologia molekularna patogenów przenoszonych przez kleszcze. Szczecin: Wydawnictwo Lekarskie PZWL; 2006. s. 105-10.
26. Wodecka B. Lokalne zróżnicowanie rozmieszczenia genogatunków Borrelia burgdorferi sensu lato przenoszonych przez kleszcze Ixodes ricinus (L.) w północno-zachodniej Polsce. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Interakcje pasożyt-żywiciel. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2004. s. 185-91.
27. Skotarczak B, Wodecka B, Cichocka A. Coexistence of DNA of Borrelia burgdorferi sensu lato and Babesia microti in Ixodes ricinus ticks from north-western Poland. Ann Agric Environ Med. 2002;9:25-8.
28. Niścigorska J, Skotarczak B, Wodecka B. Borrelia burgdorferi infection among forestry workers-assessed with an immunoenzymatic method (ELISA), PCR and correlated with the clinical state of the patients. Ann Agric Environ Med. 2003;10:15-9.
29. Zajkowska JM, Hermanowska-Szpakowicz T. Nowe aspekty patogenetyczne boreliozy z Lyme. Przegl Epidemiol. 2002;56 Suppl. 1:57-67.
30. Zwoliński J, Wójcik-Fatla A, Chmielewska-Badora J, Cisak E, Buczek A, Dutkiewicz J. Relationship between Anaplasma phagocytophilum infection in Ixodes ricinus ticks and expose forestry workers on the territory of Lublin Region. Zdr Publ. 2007;117:134-7.
31. Cisak E, Chmielewska-Badora J, Zwoliński J, Wójcik-Fatla A, Polak J, Dutkiewicz J. Risk of tick-borne bacterial diseases among workers of Roztocze National Park (southeastern Poland). Ann Agric Environ Med. 2005;12:127-32.
32. Grzeszczuk A, Stańczak J. High prevalence of Anaplasma phagocy-tophilum infection in ticks removed from human skin in north-eastern Poland. Ann Agric Environ Med. 2006;13:45-8.
33. Mantelli B, Pecchioli E, Hauffe HC, Rosa R, Rizzoli A. Prevalence of Borrelia burgdorferi s. l. and Anaplasma phagocytophilum in the wood tick Ixodes ricinus in the province of Trento, Italy. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2006;25:737-9.
34. Derdäkovä M, Halänovä M, Stanko M, Stefancikovä A, Cisläkovä A, Pet’ko B. Molecular evidence for Anaplasma phagocytophilum and Borrelia burgdorferi sensu lato in I. ricinus ticks from eastern Slovakia. Ann Agric Environ Med. 2003;10:269-71.
35. Petrovec M, Sumner JW, Nicholson WL, Childs JE, Strle F, Barlic J, Lotric-Furlan S, Avsic-Zupanc T. Identity of ehrlichial DNA sequences derived from Ixodes ricinus ticks with those obtained from patients with human granulocytic ehrlichiosis in Slovenia. J Clin Microbiol. 1999;37:209-10.
36. Wielinga PR, Gaasenbeek C, Fonville M, De Boer A, De Vries A, Dimmers W, Akkerhuis Op Jagers G, Schouls LM, Borgsteede F, Van der Giessen JWB. Longitudinal analysis of tick densities and Borrelia, Anaplasma, and Ehrlichia Infections of Ixodes ricinus ticks in different habitat areas in the Netherlands. Appl Environ Microbiol. 2006;72: 7594-601.
37. Rojko T, Ursic T, Avsic-Zupanc T, Petrovec M, Strle F, Lotric-Furlan S. Seroprevalence of human anaplasmosis in Slovene forestry workers. Ann N Y Acad Sci. 2006;1078:92-4.
38. Adelson ME, Rao RVS, Tilton RC, Cabets K, Eskov E, Fein L, Occi JL, Mordechai E. Prevalence of Borrelia burgdorferi, Bartonella spp., Babesia microti, and Anaplasma phagocytophila in Ixodes scapularis ticks collected in northern New Jersey. J Clin Microbiol. 2004;42: 2799-801.
39. Courtney JW, Dryden RL, Montgomery J, Schneider BS, Smith G, Massung RF. Molecular characterization of Anaplasma phagocytophilum and Borrelia burgdorferi in Ixodes scapularis ticks from Pennsylvania. J Clin Microbiol. 2003;41:1569-73.
40. Layfield D, Guilfoile P. The prevalence of Borrelia burgdorferi (Spi-rochaetales: Spirochaetaceae) and the agent of human granulocytic ehrlichiosis (Rickettsiaceae: Ehrlichieae) in Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) collected during 1998 and 1999 from Minnesota. J Med Entomol. 2002;39:218-20.
41. Cao WC, Zhan L, He J, Foley JE, De Vlas SJ, Wu XM, Yang H, Richardus JH, Habbema JDF. Natural Anaplasma phagocytophilum infection of ticks and rodents from a forest area of Jilin province, China. Am J Trop Med Hyg. 2006;75:664-8.
42. Razmi GA, Dastjerdi K, Hossieni H, Naghibi A, Barati F, Aslani MR. An epidemiological study on Anaplasma infection in cattle, sheep, and goats in Mashhad Suburb, Khorasan province, Iran. Ann N Y Acad Sci. 2006;1078:479-481.
43. Liz JS, Sumner JW, Pfister K, Brossard M. PCR detection and serological evidence on granulocytic ehrlichial infection in roe deer (Capreolus capreolus) and chamois (Rupicarpa rupicarpa). J Clin Microbiol. 2002; 40:892-7.
44. Zwoliński J, Chmielewska-Badora J, Wójcik-Fatla A, Cisak E, Buczek A, Dutkiewicz J. Anaplazmoza granulocytarna jako nowy problem zdrowia publicznego. Zdr Publ. 2007;117:213-9.
45. Lee HC, Goodman JL. Anaplasma phagocytophilum causes global induction of antiapoptosis in human neutrophils. Genomics. 2006; 88:496-503.
46. Grzeszczuk A, Stańczak J, Pogorzelska J, Prokopowicz D. Diagnostyka ludzkiej anaplazmozy granulocytarnej. Wiad Parazytol. 2005;51:109-14.
47. Bakken JS, Dumler JS. Clinical diagnosis and treatment of human gra-nulocytotropic anaplasmosis. Ann N Y Acad Sci. 2006;1078:236-47.
48. Fota-Markowska H. Erlichioza - wybrane aspekty etiopatogenetyczne, epidemiologiczne i kliniczno-diagnostyczne. W: Buczek A i Bła-szak Cz, (red.). Stawonogi i żywiciele. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2003. s. 147-59.
49. Fishbein DB, Dawson JE, Robinson LE. Human ehrlichiosis in the United States, 1985 to 1990. Annals Intern Med. 1994;120:736-43.
50. Bukowska B, Walory J. Anaplasma phagocytophilum - epidemiologia, diagnostyka i terapia. Post Mikrobiol. 2005;44:211-26.
51. Raymond S, Weinstein MD. Human ehrlichiosis. Am Fam Physician. 1996;54:1971-6.
52. Dumler JS, Brouqui P. Molecular diagnosis of human granulocytic anaplasmosis. Expert Rev Mol Diagn. 2004;4:559-69.
53. Walls JJ, Caturegli P, Bakken JS, Asanovich KM, Dumler JS. Improved sensitivity of PCR for diagnosis of human granulocytic ehrlichiosis using epankl genes of Ehrlichia phagocytophila-group Ehrlichiae. J Clin Microbiol. 2000;38:354-6.
54. Rymaszewska A. Comparig the sensitivity of Anaplasma phagocytophilum DNA detection in Ixodes ricinus ticks by amplifying a fragment of the epank-l and the 16s rDNA genes. Folia Med Cracov. 2004;45: 79-85.
55. Siński E, Bajer A, Welc R, Pawełczyk A, Ogrzewalska M, Behnke JM. Babesia microti: Prevalence in wild rodents and Ixodes ricinus ticks from the Mazury Lakes District of north-eastern Poland. Int J Med Microbiol. 2006;296:137-43.
56. Skotarczak B, Cichocka A. Isolation and amplification by polymerase chain reaction DNA of Babesia microti and Babesia divergens in ticks in Poland. Ann Agric Environ Med. 2001;8:187-9.
57. Kuźna-Grygiel W, Bukowska K, Cichocka A, Kosik-Bogacka D, Skotarczak B. The prevalence of piroplasms in a population of Ixodes ricinus (Acari: Ixodidae) from north-western Poland. Ann Agric Environ Med. 2002;9:175-8.
58. Pieniążek N, Sawczuk M, Skotarczak B. Molecular identification of Babesia parasites isolated from Ixodes ricinus ticks collected in northwestern Poland. J Parasitol. 2006;92:32-5.
59. Hartelt K, Oehme R, Frank H, Brockmann SO, Hassler D, Kimmig P. Pathogens and symbionts in ticks: prevalence of Anaplasma phago-cytophilum (Ehrlichia sp.), Wolbachia sp., Rickettsia sp., and Babesia sp. in Southern Germany. Int J Med Microbiol. 2004;293 Suppl. 37: 86-92.
60. Sreter T, Kalman D, Sreterne Lancz Z, Szell Z, Egyed L. Babesia microti and Anaplasma phagocytophilum: two emerging zoonotic pathogens in Europe and Hungary. Orv Hetil. 2005;146:595-600.
61. Rudolf I, Golovchenko M, Sikutova S, Ruderko N, Grubhoffer L, Hubalek Z. Babesia microti (Piroplasmida: Babesiidae) in nymphal Ixodes rcinus (Acari: Ixodidae) in the Czech Republic. Folia Parasitol (Praha). 2005;52:274-6.
62. Hilpertshauser H, Deplazes P, Schnyder M, Gern L, Mathis A. Babesia spp. identified by PCR in ticks collected from domestic and wild ruminants in southern Switzerland. Appl Environ Microbiol. 2006; 72:6503-7.
63. Casati S, Sager H, Gern L, Piffaretti JC. Presence of potentially pathogenic Babesia sp. for human in Ixodes ricinus in Switzerland. Ann Agric Environ Med. 2006;13:65-70.
64. Duh D, Petrovec M, Trilar T, Avsic-Zupanc T. The molecular evidence of Babesia microti infection in small mammals collected in Slovenia. Parasitology. 2003;126:113-7.
65. Holman MS, Caporale DA, Goldberg J, Lacombe E, Lubelczyk C, Rand PW, Smith RP. Anaplasma phagocytophilum, Babesia microti and Borrelia burgdorferi in Ixodes scapularis, southern coastal Maine. Emerg Infect Dis. 2004;10:744-6.
66. Burkot TR, Schneider BS, Pieniążek NJ, Happ CM, Rutherford JS, Slemenda SB, Hoffmeister E, Maupin GO, Zeidner NS. Babesia microti and Borrelia bissettii transmission by Ixodes spinipalpis ticks among prairie voles, Microtus ochrogaster, in Colorado. Parasitology. 2000; 21:595-9.
67. Alekseev AN, Semenov AV, Dubinina HV. Evidence of Babesia microti infection in multi-infected Ixodespersulcatus ticks in Russia. Exp Appl Acarol. 2003;29:345-53.
68. Yano Y, Saito-Ito A, Dantrakool A, Takada N. Japanese Babesia microti cytologically detected I salivary glands of naturally infected tick Ixodes ovatus. Microbiol Immunol. 2005;49:891-7.
69. Meer-Schrrer L, Adelson M, Mordechai E, Lottaz B, Tilton R. Babesia microti infection in Europe. Curr Microbiol. 2004;48:435-7.
70. Homer MJ, Aguilar-Delfin I, Telford, III, SR, Krause PJ, Persing DH. Babesiosis. Clin Microbiol Rev. 2000;13:451-69.
71. Buczek A. Choroby pasożytnicze. Epidemiologia, diagnostyka, objawy. Wyd. II popr. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2004.
72. Hunfeld KP, Brade V. Zoonotic Babesia: possibly emerging pathogens to be considered for tick-infested humans in central Europe. Int J Med Microbiol. 2004;293 Suppl.37:93-103.
73. Jaroszewicz J, Rogalska M. Babesia microti i inne. W: Prokopowicz D, (red.). Zagrożenia oportunistyczne. Białystok: Wydawnictwo Ekonomia i Środowisko; 2005. s. 134.
74. Siński E. Biologia i naturalne źródła zarażenia Babesia microti u ludzi. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi i żywiciele. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2003. s. 249-61.
75. Sawczuk M. Identyfikacja chorobotwórczych dla człowieka pierwotniaków Babesia na podstawie analizy sekwencji genu 18S rRNA. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Interakcje pasożyt-żywiciel. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2004. s. 245-52.
76. Wójcik-Fatla A, Szymańska J, Wdowiak L, Buczek A, Dutkiewicz J. Coincidence of three pathogens (Borrelia burgdorferi sensu lato Ana-plasma phagocytophilum, Babesia microti) in Ixodes ricinus ticks in the Lublin makroregion. Ann Agric Environ Med. 2009;16:151-8.
