Choroby przenoszone przez kleszcze.Część I. Ixodes ricinus jako rezerwuar i wektor patogenów
Słowa kluczowe:
kleszcze, Ixodes ricinus, choroby przenoszone przez kleszczeAbstrakt
Kleszcze Ixodes ricinus odgrywają kluczową rolę jako rezerwuar i wektor licznych patogenów, w tym również gatunków o znaczeniu medycznym i epidemiologicznym. Są rezerwuarem i wektorem licznych wirusów, bakterii i pierwotniaków. Rezultatem zmian klimatycznych i zmian w użytkowaniu gruntów jest występowanie tych pasożytniczych stawonogów w nowych siedliskach. Coraz częściej notuje się ich obecność w obrębie miast (parki, prywatne posesje, ogrody) i terenów uprzemysłowionych, gdzie ryzyko zakażenia ludzi poszczególnymi patogenami jest porównywalne do biotopów leśnych. Aktywny wypoczynek, rekreacja, a także spacery z psami na terenach porośniętych krzewami i terenach łąkowych sprzyjają częstszym kontaktom z kleszczami. Dodatkowo, stwierdzana w ostatnich latach coraz większa liczba przypadków koinfekcji kleszczy kilkoma różnymi patogenami, wskazuje na wzrost prawdopodobieństwa zakażenia żywiciela, wśród nich również ludzi, więcej niż jednym patogenem.
Ixodes ricinus należy do kleszczy trójżywicielowych, których każde stadium rozwojowe przed przekształceniem w następne musi ssać krew innego żywiciela. Mechanizmami, które ułatwiają zakażenie żywiciela, są: przekazywanie patogenów wraz ze śliną żerującego kleszcza, regurgitację (cofanie się zawartości jelita), wydalanie zainfekowanego kału lub wtarcie zakażonych wydzielin przez zranioną skórę żywiciela.
W pracy przedstawiono aktualną wiedzę na temat występowania i aktywności kleszczy Ixodes ricinus oraz ich roli jako rezerwuaru i wektora chorobotwórczych mikroorganizmów.
Bibliografia
1. Siuda K. Kleszcze (Ixodida) o znaczeniu epidemiologicznym w Polsce. W: Skotarczak B, (red.). Biologia molekularna patogenów przenoszo¬nych przez kleszcze. Szczecin: Wydawnictwo Lekarskie PZWL; 2006. s. 25-31.
2. Cisak E, Sroka J, Zwoliński J, Umiński J. Seroepidemiologic study on tick-borne encephalitis among forestry workers and farmers from Lublin region (eastern Poland). Ann Agric Environ Med. 1998;5: 177-81.
3. Wielinga PR, Gaasenbeek C, Fonville M, De Boer A, De Vries A, Dimmers W, Akkerhuis Op Jagers G, Schouls LM, Borgsteede F, Van der Giessen JWB. Longitudinal analysis of tick densities and Borrelia, Anaplasma, and Ehrlichia Infections of Ixodes ricinus ticks in different habitat areas in the Netherlands. Appl Environ Microbiol. 2006;72: 7594-601.
4. Bouattour A, Ghorbel A, Chabchoub A, Postic D. Lyme borreliosis situation in North Africa. Arch Inst Pasteur Tunis. 2004;81:13-20.
5. Guner ES, Hashimoto N, Takada N, Kaneda K, Imai Y, Masuzawa T. First isolation and characterization of Borrelia burgdorferi sensu lato strains from Ixodes ricinus ticks in Turkey. J Med Microbiol. 2003; 52:807-13.
6. Shayan P, Hooshmand E, Rahbari S, Nabian S: Determination of Rhipicephalus spp. as a vectors for Babesia ovis in Iran. Parasitol Res. 2007;101:1029-33.
7. Alekseev AN, Jensen PM, Dubinina HV, Smirnova LA, Makrouchina NA, Zharkov SD. Peculiarities of behaviour of taiga (Ixodes persulca- tus) and sheep (Ixodes ricinus) ticks (Acarina: Ixodidae) determined by different methods. Folia Parasitol (Praha). 2000;47:147-53.
8. Pawełczyk A, Siński E. Czynniki środowiskowe warunkujące infekcje Borrelia burgdorferi na Pojezierzu Mazurskim w Polsce. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Różnorodność form i oddziaływań. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2005. s. 211-24.
9. Maetzel D, Maier WA, Kampen H. Borrelia burgdorferi infection prevalence in questing Ixodes ricinus ticks (Acari: Ixodidae) in urban and suburban Bonn, western Germany. Parasitol Res. 2005;95:5-12.
10. Ambrasiene D, Turcinaviciene J, Paulauskas A: The seasonal and daily activities of the Ixodes ricinus ticks and prevalence of infection with Borrelia burgdorferi s.l. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Znaczenie epidemiologiczne. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2006. s. 175-81.
11. Jouda F, Perret JL, Gern L. Ixodes ricinus density, and distribution and prevalence of Borrelia burgorferi sensu lato infection along an altitudinal gradient. J Med Entomol. 2004;41:162-9.
12. Buczek A. Choroby pasożytnicze. Epidemiologia, diagnostyka, objawy. Wyd. II popr. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2004.
13. Prokopowicz D. Choroby przenoszone przez kleszcze. Wyd. I. War¬szawa: Wydawnictwo Split Trading Sp. z o.o., Fundacja Ekonomistów Środowiska i Zasobów Naturalnych; 1995.
14. Siuda K. Kleszcze (Acari: Ixodida) Polski. Część II. Systematyka i rozmieszczenie. Warszawa: PTP; 1993.
15. Genchi C, Rizzoli A. Tick-borne diseases: an emerging public health problem? Parassitologia. 2004;46:107.
16. Poupon MA, Lommano E, Humair PF, Douet V, Rais O, Schaad M, Jenni L, Gern L. Prevalence of Borrelia burgdorferi sensu lato in ticks collected from migratory birds in Switzerland. Appl Environ Microbiol. 2006;72:976-9.
17. Koci J, Movila A, Taragel’ovä V, Toderas I, Uspenskaia I, Derdäkovä M, Labuda M. First report of Anaplasma phagocytophilum and its co-infections with Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus ticks (Acari: Ixodidade) from Republic of Moldova. Exp Appl Acarol. 2007;41:147-52.
18. Siński E. Enzootic reservoir for new Ixodes ricinus-transmitted infec¬tions. Wiad Parazytol. 1999;45:135-42.
19. Stańczak J, Gabre RM, Kruminis-Łozowska W, Racewicz M, Kubi- ca-Biernat B. Ixodes ricinus as a vector of Borrelia burgdorferi sensu lato, Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti in urban and suburban forests. Ann Agric Environ Med. 2004;11:109-14.
20. Korenberg EI, Kovalevkii YV, Karavanov AS, Moskvitina GG. Mixed infection by tick-borne encephalitis virus and Borrelia in ticks. Med Vet Entomol. 1999;13:204-9.
21. Wodecka B. Detection of Borrelia burgdorferi sensu lato DNA in Ixodes ricinus ticks in north-western Poland. Ann Agric Environ Med. 2003;10:171-8.
22. Bartosik K, Kruk T, Olszewski T, Rudek A, Buczek A. Pathogens in salivary glans of ticks (Acari: Ixodida). W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Środowisko, patogeny i żywiciele. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2007. s. 81-8.
23. Fingerle V, Wilske B. Ticks, tick-bites and how best to remove the tick. MMW Fortschr Med. 2006;148:30-2.
24. Ribeiro JM, Makoul GT, Levine J, Robinson DR, Spielman A. Anti¬hemostatic, antiinflammatory, and immunosuppressive properties of the saliva of a tick, Ixodes dammini. J Exp Med. 1985;161:332-44.
25. Buczek A, Sodowska H, Barańska E, Pabis B, Pabis A. Toksykozy kleszczowe (Acari: Ixodida). Wiad Parazytol. 2000;46:305-13.
26. Kozicka M, Parada-Turska J, Turski W, Buczek A, Kleinrok Z. Wpływ wybranych składników śliny stawonogów na organizmy wyższe. W: Bu¬czek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi w medycynie. Cz. I. Eikozanoidy, apyrazy, maksadilan. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2002. s. 181-96.
27. Narasimhan S, Koski RA, Beaulieu B, Anderson JF, Ramamoorthi N, Kantor F, Capello M, Fikrig E. A novel family of anticoagulants from the saliva of Ixodes scapularis. Insect Mol Biol. 2002;11:641-50.
28. Olszewski K, Lachowska-Kotowska P, Sitarz M, Święcicka M, Wiśniowski Ł, Buczek A. Immunological interactions between tick- transmitted pathogens and hosts. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Interakcje pasożyt-żywiciel. Lublin: Wydawnictwo Liber; 2004. s. 119-28.
29. Olszewski K, Borys M, Jedliński M, Horak Ł, Buczek A. Mechanizmy transmisji czynników chorobotwórczych z kleszczy (Acari: Ixodida) do żywicieli. W: Buczek A, Błaszak Cz, (red.). Stawonogi. Różnorodność form i oddziaływań. Lublin: Wydawnictwo Koliber; 2005. s. 241-253.
30. Parola P, Raoult D: Ticks and tickborne bacterial diseases in humans: an emerging infectious threat. Clin Infect Dis. 2001;32:897-928.
